<div dir="ltr"><div dir="ltr"><div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default">I suggest you separate this into two issues, (1) preserving tissues for DNA and (2) preserving the whole fish as a fluid preparation. </div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default"><br></div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default">For DNA preservation, I think that the best procedure will be to remove a tissue sample from the frozen specimen and store the sample at -80C (for example, in liquid nitrogen). Ultracold temperature is a much better long-term preservative than 100% ETOH.</div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default"><br></div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default">The problems with preserving directly in 100% alcohol are that: </div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default">(1) 100% ETOH is chemically dehydrated and may have traces of the dehydrant chemicals in it that may interfere with future molecular work (not to mention that 100% ETOH is more expensive than 95.6% ETOH).</div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default">(2) As the alcohol penetrates the specimen it dehydrates the tissues, which impedes the penetration of alcohol to deeper tissues. Using 70% alcohol means less dehydration of the tissues (allowing deeper penetration) while still providing a good biocide to protect the specimen during the preservation process.</div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default">(3) Once the specimen is preserved you will need to change the alcohol anyway because it will have become diluted with water extracted from the specimen. The chance of diluting the 100% ETOH to 70% by extraction of water from the specimen is slim, so there is no real gain in starting with 100%.</div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default"><br></div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default">Preservation in 70% ETOH without using a formaldehyde fixative works fine as long as the alcohol can get deep enough into the specimen. This is why I recommend thawing the specimen in 70% ETOH and injecting the alcohol or cutting into the specimen as it thaws to get the alcohol deeper into the specimen, and after 24 hr to change the specimen to fresh alcohol. Using 100% or even 95.6% alcohol will produce a more dehydrated specimen, not a better preserved one, and is not likely to produce very good DNA.</div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default"><br></div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default">If you thaw the specimen in a 1:9 buffered formaldehyde and water solution, the recommendation to inject the fixative into (or cut into) the specimen as it thaws still holds, but you can still get good results even if the formaldehyde mixture becomes diluted (formaldehyde penetrates better than alcohol).</div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default"><br></div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default">Formaldehyde has only been available since the mid 1890s, so specimens preserved prior to that were preserved directly in alcohol. It is instructive that almost all of the pre-formaldehyde instructions for preservation call for the use of alcohol at a concentration below full strength and to change to fresh alcohol preservative after 24 hr.</div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default"><br></div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default">I hope this information is helpful.</div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default"><br></div><div style="font-family:tahoma,sans-serif;font-size:small;color:rgb(0,0,0)" class="gmail_default">--John</div><br clear="all"></div><div><div dir="ltr" class="gmail_signature" data-smartmail="gmail_signature"><div dir="ltr"><div><div dir="ltr"><div><div dir="ltr"><div><div dir="ltr"><div><div dir="ltr"><div><div dir="ltr"><div><div dir="ltr"><div><div dir="ltr"><div><div dir="ltr"><div><div dir="ltr"><font size="2"><span style="font-family:tahoma,sans-serif">John E. Simmons<br>Writer and Museum Consultant</span></font></div><div dir="ltr"><font size="2"><span style="font-family:tahoma,sans-serif">Museologica<br><i>and</i><br>Investigador Asociado, Departamento de Ornitologia<br>Museo de Historia Natural, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima</span></font><br></div></div></div></div></div></div></div></div></div></div></div></div></div></div></div></div></div></div></div></div></div><br></div><br><div class="gmail_quote"><div dir="ltr" class="gmail_attr">On Tue, Aug 19, 2025 at 2:13 PM Rebecca Abrams <<a href="mailto:ridabrams@berkeley.edu" target="_blank">ridabrams@berkeley.edu</a>> wrote:<br></div><blockquote class="gmail_quote" style="margin:0px 0px 0px 0.8ex;border-left:1px solid rgb(204,204,204);padding-left:1ex"><div dir="ltr"><div>Hello all,</div><div>I have an ever increasing number of frozen fishes coming to me from a local aquarium that I will be preserving in either ethanol or formalin then ethanol. Our usual protocol is to use 100% ethanol for reasons of DNA preservation (I know this is an unusual protocol) if the specimen will fit into one of our jars, otherwise it goes into formalin then into 70% ethanol.</div><div>Both ASIH's online resources and John Simmons's <i>Fluid Preservation</i> say to avoid preserving frozen specimens and if one has to then to thaw them in the preservative and inject with preservative as they thaw. </div><div><br></div><div>If anyone has tips and tricks for this in particular for fish that would be very helpful. I have some rather large friends waiting for me to prep that I would like to not ruin by turning them to mush first. I know that I can skeletonize them, but I would very much like to have at least one in fluid.</div><div><br></div><div>Thank you,</div><div><div dir="ltr" class="gmail_signature"><div dir="ltr">Rebecca Abrams<div><div style="color:rgb(34,34,34)"><span style="font-size:x-small">MA, M.Ed</span></div><div style="color:rgb(34,34,34)"><span style="font-size:x-small">Collections Manager- Fishes</span><span style="font-size:x-small"></span></div><div style="color:rgb(34,34,34)"><span style="font-size:x-small">Museum of Vertebrate Zoology</span></div><div style="color:rgb(34,34,34)"><span style="font-size:x-small">3101 Valley Life Science Building</span></div><div style="color:rgb(34,34,34)"><span style="font-size:x-small">University of California, Berkeley, CA, 94720</span></div></div></div></div></div></div>
_______________________________________________<br>
Nhcoll-l mailing list<br>
<a>Nhcoll-l@mailman.yale.edu</a><br>
<a rel="noreferrer">https://mailman.yale.edu/mailman/listinfo/nhcoll-l</a><br>
<br>
_______________________________________________<br>
NHCOLL-L is brought to you by the Society for the Preservation of<br>
Natural History Collections (SPNHC), an international society whose<br>
mission is to improve the preservation, conservation and management of<br>
natural history collections to ensure their continuing value to<br>
society. See <a rel="noreferrer">http://www.spnhc.org</a> for membership information.<br>
Advertising on NH-COLL-L is inappropriate.<br>
</blockquote></div>
</div>